Aurora科学测量仪器一直是全球领先科学研究人员的选择。我们选择的双模式杠杆系统和力传感器用于广泛的生命科学研究专业,包括运动和代谢,心脏病学,损伤恢复,老年病学,疾病进展,药理学等。我们的快速响应传感器被认为是研究气味动力学和信息素/羽流分散的嗅觉研究的基准仪器,我们的机械刺激器技术被用于研究神经元对触摸,疼痛和伸展的反应。许多仪器也被材料科学研究人员用于研究人造肌肉,运动和纳米材料的特性​  .....

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1200A:离体肌肉测试系统

1200A分离式肌肉测试系统是量化小鼠分离式肌肉机械性能的领先解决方案。该系统是一些肢体肌肉的理想选择,包括TA、EDL、Soleus、Gastroc以及膈肌条和较小的肌肉样本。
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一个行业领先且简便易用的测试系统:测量离体肌肉,束状和条状组织的力学性能       

产品简介

                                                                                        
      1200A和1205A离体肌肉测试系统是量化离体肌肉力学性能的领先科技。这两个系统可进行测量的样本分别有:趾长伸肌、胫骨前肌、 比目鱼肌、 腓肠肌、 横隔膜肌、细小肌肉(如屈趾长肌和蚓状肌),甚至是一些人造组织, 聚合物或者是薄膜。
       静息长度,静息力度,刺激等参数和进行实验的方案都可以通过控制软件(DMC)去设置。电脑桌面也会提供标准实验方案的扩充程式库,方案包括: 抽搐张力,强直收缩张力,疲劳,力-刺激频率,力-收缩速率,硬度和功循环等。
       系统针对小鼠或大鼠有其专属的平台装置,装置配有可外层注水的溶液瓶和供氧配置。另外,系统更包括Aurora Scientific的旗舰双模肌肉杠杆系统,高能刺激器,数据采集硬件,安装在客制电脑主机的控制和分析软件。实验前操作准备,数据采集和数据分析都能通过我们的控制和分析软件(DMC/DMA)在数分钟内完成。
       实验装置可以让研究者调整浴瓶的位置以便於样本连结过程的操作。此外,双模肌肉杠杆系统的的双模传感器,不仅能测量力度和长度,同时也有控制力度和长度的能力,在这个基础上,肌肉样本和双模传感器之间只需要一个连接点,大幅减省了实验操作时程,同时也提高了数据生产率。选择1200A和1205A,体验系统在您的研究进展中带来高性能和高精准的表现。

 

产品特点

● 在一个系统的基础上,可以组合测试小鼠和大鼠的配置
● 一站式的离体实验设备
● 离体肌肉测量的领军技术
● 高速的数据采集和分析软件: 用於Windows 操作系统
● 简便的组装和操作,能够根据您测量需求的改变而进行扩充
● 能够进行更多复杂且多方面测量的方案
● 测量力度峰值可达10N(1000g)
 

产品应用

常见样品:

骨骼和平滑肌趾长伸肌(EDL)、比目鱼肌、跖肌、横膈膜、蚓状肌、膀胱条、气道平滑肌(ASM)

生物材料和聚合物:介质弹性体致动器(EAP)、电活性聚合物、凝胶和支架、电化学致动器、电热致动器

介质弹性体致动器(EAP)

电活性聚合物

凝胶和支架

电化学致动器

电热致动器

人造肌肉和结缔组织:软骨、上皮组织、肌腱

 

常见实验:

抽搐:设计用于引起单个或少量肌肉纤维收缩的单脉冲。

强直收缩:快速连续多次电脉冲,导致时间总和和完全肌肉收缩。

疲劳:经常重复次最大的强直性收缩,以引起肌肉疲劳。

力频率:改变刺激频率的速率,以评估引起最大强直作用力的最佳频率

不规则:在等长强直性收缩过程中主动拉伸肌肉以诱发损伤并评估对损伤或从中恢复的抵抗力。

步态分析/建模练习(等渗,同心):控制肌肉力量输出(等渗)以评估肌肉的缩短速度。

刚度:被动正弦延长和肌肉缩短,以评估组织的固有刚度。

应力应变:增量延长组织以计算材料的杨氏模量。

参考论文

Girolami et al. “Store-Operated Ca2+ Entry in Skeletal Muscle Contributes to the Increase in Body Temperature during Exertional Stress” International Journal of Molecular Sciences (2022) DOI: 10.3390/ijms23073772

Pinniger, Gavin J. et al. “Skeletal muscle weakness caused by carrageenan-induced inflammation.” Muscle & Nerve (2012) DOI: 10.1002/mus.23318

Qaisar et al. “Restoration of SERCA ATPase prevents oxidative stress-related muscle atrophy and weakness” Redox Biology (2019) DOI: 10.1016/j.redox.2018.09.018

Qaisar et al. “Oxidative stress-induced dysregulation of excitation–contraction coupling contributes to muscle weakness” Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle (2018) DOI: 10.1002/jcsm.12339

Labeit, Siegfried et al. “Modulation of Muscle Atrophy, Fatigue and MLC Phosphorylation by MuRF1 as Indicated by Hindlimb Suspension Studies on MuRF1-KO Mice.” Advances in Muscle Physiology and Pathophysiology (2010) DOI: 10.1155/2010/693741

Moorwood, Catherine et al. “Isometric and eccentric force generation assessment of skeletal muscles isolated from murine models of muscular dystrophies.” Journal of Visualized Experiments (2013) DOI: 10.3791/50036

Blanc et al. “Inhibition of inflammatory CCR2 signaling promotes aged muscle regeneration and strength recovery after injury” Nature communications (2020) DOI: 10.1038/s41467-020-17620-8

Mitchell, Andrew S. et al. “Functional, morphological, and apoptotic alterations in skeletal muscle of ARC deficient mice.” Apoptosis (2015) DOI: 10.1007/s10495-014-1078-9

Ramsey, Kathryn A. et al. “Fiber-type dependence of stretch-induced force enhancement in rat skeletal muscle.” Muscle & Nerve (2010) DOI: 10.1002/mus.21744

Kumar et al. “Dietary nitrate supplementation increases diaphragm peak power in old mice” The Journal of Physiology (2020) DOI: 10.1113/JP280027

de Man, Frances S. et al. “Diaphragm muscle fiber weakness in pulmonary hypertension.” American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine (2011) DOI: 10.1164/rccm.201003-0354OC

Hain et al. “Chemotherapy-induced loss of bone and muscle mass in a mouse model of breast cancer bone metastases and cachexia” JCSM Rapid Communications (2019) DOI: 10.1002/j.2617-1619.2019.tb00011.x

Ottenheijm, Coen A.C. et al. “Altered contractility of skeletal muscle in mice deficient in titin’s M-band region.” Journal of Molecular Biology (2009) DOI: 10.1016/j.jmb.2009.08.009

 

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